소교세포의 발달

커뮤니케이션 생물학 5권, 기사 번호: 1224(2022) 이 기사 인용

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여기서 우리는 마이크로글리아/대식세포 특이적 이온화 칼슘 결합 어댑터 분자 1(Iba1)의 1.7kb 추정 프로모터 영역을 포함하는 마이크로글리아 표적화 아데노 관련 바이러스(AAV) 벡터와 마이크로RNA(miR)에 대한 반복된 miRNA 표적 부위를 설명합니다. )-9 및 miR-129-2-3p. Iba1(Aif1) 유전자의 엑손 1에 있는 시작 코돈 상류의 1.7kb 게놈 서열은 선조체와 소뇌에서 소교세포 우선 프로모터로 기능합니다. 더욱이, 비소교세포에서 이소성 이식유전자 발현은 비소교세포 및 스펀지 AAV-9에서만 발현되는 miR-9 및 miR-129-2-3p에 대한 4-반복 miRNA 표적 부위의 두 세트를 추가할 때 현저하게 억제됩니다. 파생된 mRNA. 우리의 벡터는 건강한 조직의 분지형 미세아교세포와 지질다당류 처리 마우스 및 신경퇴행성 질환의 마우스 모델의 반응성 미세아교세포를 형질도입했습니다. 또한, 실시간 형광 이미징을 통해 소교세포 운동성과 세포내 Ca2+ 동원을 모니터링할 수 있습니다. 따라서 소교세포 표적화 AAV 벡터는 특히 선조체와 소뇌에서 소교세포 병태생리학 및 치료법을 연구하는 데 유용합니다.

중추신경계(CNS)에 존재하는 면역 세포인 소교세포는 감시 및 청소 기능을 제공하는 것으로 알려져 있습니다. 그러나 보다 최근의 연구에서는 뇌 발달1,2, 신경 회로 리모델링1,3, 신경퇴행성 질환의 진행4,5,6을 포함하여 CNS에서 소교세포의 다양한 기능이 밝혀졌습니다.

최근 기술 발전으로 광학 기록을 위한 G-CaMP(칼슘 센서)7 및 ArcLightning(막 전압 센서)8과 광유전학9을 위한 다양한 감광성 이온 채널과 같은 형광 단백질로 태그가 지정된 기타 기능성 분자의 바이러스 발현이 가능해졌습니다. 이러한 상황에서 생체 내 뇌의 소교세포를 특이적으로 변환하는 바이러스 벡터는 기본 뇌 환경에서 소교세포의 기능과 행동을 탐색하기 위한 강력한 도구입니다. 또한, 미세아교세포는 뇌의 병변 부위에 화학적으로 유인됩니다. 따라서 형질도입된 미세아교세포는 손상된 조직에 치료 유전자 산물을 전달하는 데 활용될 수 있습니다.

생체 내 미세아교세포에 이식유전자를 전달하기 위해 Jakobsson 그룹은 하우스키핑 포스포글리세레이트 키나제(PGK) 프로모터와 4개의 반복된 상보적 마이크로RNA-9 표적(miR-9.T) 서열을 갖춘 렌티바이러스 벡터를 사용했습니다13. miR-9는 소교세포가 아닌 세포에서는 내인적으로 발현되기 때문에 miR-9.T를 함유한 도입유전자 메신저 RNA(mRNA)는 비소교세포에서만 스펀지화되어 소교세포에서 선택적 도입유전자 발현을 유도합니다. 그 결과, 쥐 선조체에서 형질도입된 세포의 70% 이상이 미세아교세포인 것으로 나타났습니다. 그러나 렌티바이러스 벡터의 이식유전자 카세트에서 PGK 프로모터를 강력한 거대세포바이러스(CMV) 프로모터로 전환하면 뉴런과 성상교세포에서 이식유전자 발현이 눈에 띄게 누출됩니다. 또한 관련 연구에서는 활성화 시 미세아교세포에서 miR-9가 유도되는 것으로 나타났으며15,16,17, 이는 반응성 미세아교세포에서 이식유전자 발현이 억제될 수 있음을 시사합니다.

이전 연구에서는 F4/80 및 CD6818과 같은 미세아교세포 특이적 프로모터를 포함하는 아데노 관련 바이러스(AAV) 혈청형 2, 5 및 돌연변이 6 캡시드 벡터를 사용하여 미세아교세포의 형질도입에 도전했습니다. 그러나 그들은 아마도 약한 프로모터 활성과 소교세포에 대한 AAV 캡시드의 낮은 결합 능력 때문에 일부 "단일 소교세포 표적화"에서는 사소한 성공만을 거두었습니다. 따라서, 미세아교세포의 효율적이고 선택적인 형질도입을 위해서는 강력한 미세아교세포 특이적 프로모터와 미세아교세포 열대성 AAV 캡시드가 필요합니다. 자연적으로 분리된 AAV 캡시드 유형 중에서 대뇌 피질의 AAV1 및 AAV9와 선조체의 AAV1은 소교세포에서 높은 이식유전자 발현을 유발했습니다. 그러나 미세아교세포 외에도 선조체의 AAV1은 성상교세포와 뉴런에도 선호를 보였습니다.

0.89 at all intensities). Short-term synaptic plasticity at the PF-PC synapses was examined using paired-pulse stimulation protocols with varying intervals (10 ms to 5 s) between the first and second pulses (Supplementary Fig. 10e, left). The amplitude of the second PF EPSC evoked by a pulse pair was normalized to that of the first PF EPSC, and the ratio (i.e., paired-pulse ratio) was plotted against the inter-stimulus intervals (Supplementary Fig. 10e, right). Both GFP-miR.T PCs and control GFP PCs showed similar synaptic facilitation at shorter intervals (Supplementary Fig. 10e), which is typical of PF-PC synapses52, and there was no statistical difference in the paired-pulse ratios between GFP-miR. T PCs and control GFP PCs (two-way repeated-measures ANOVA, miR effect, P = 0.35). These results suggest that overexpression of miR.T does not influence basal synaptic transmission or short-term synaptic plasticity at the PF-PC synapses./p>

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